1) Was eine Ussingkammer misst und warum

Ziel. Quantifizierung des transepithelialen Transports und der Barriereintegrität in einem Gewebe oder einer Monolage, die apikale und basolaterale Lösungen trennt.

Eine Ussing-Kammer ist im Wesentlichen eine kontrollierte Umgebung, in der man beobachten kann, wie Ionen und Moleküle eine Epithelbarriere passieren. Platziert man Gewebe oder eine Monolage zwischen zwei Kompartimenten, lassen sich Spannung (PD), Stromstärke (I _{_sc} ) und Widerstand (TEER) messen. PD spiegelt die natürliche Spannung wider, die das Gewebe im Ruhezustand erzeugt. I _{_sc} gibt an, wie viel aktiver Ionentransport stattfindet, wenn die Spannung auf null reduziert wird. TEER zeigt die Dichtigkeit der Barriere an. Zusammen helfen diese Messungen, die Gewebefunktion zu verstehen – sei es die Nährstoffaufnahme, die Ionensekretion, die Aufrechterhaltung der Barrierefunktion oder die Reaktion auf Medikamente und Krankheitsmodelle. Anstatt über den Zustand des Gewebes oder das Transportverhalten zu spekulieren, liefert die Ussing-Kammer die Zahlen, die erklären, was tatsächlich auf zellulärer Ebene geschieht.

Primäre elektrische Messwerte

• PD (Potenzialdifferenz, mV): Leerlaufspannung über dem Epithel.

• I _sc (Kurzschlussstrom, µA/cm²): Netto-Aktivionentransport, wenn PD auf 0 mV geklemmt ist.

• TER / TEER (Ω, Ω·cm²): Barrierendichtheit; höhere Werte = dichtere Verbindungen.

  • TEER ist flächennormiert : TEER = (R sample − R blank ) × Area

Flussmessungen (chemisch)

• Parazellulärer Tracerfluss (z. B. Mannitol, FITC-Dextran): Permeabilität der Tight Junctions.

• Transzellulärer Fluss (z. B. Glukose, Aminosäuren): Transporter-vermittelte Aufnahme.

• Scheinbare Permeabilität (P _app ) für einen gelösten Stoff: P app = (dQ/dt) / (A × C 0 )

Warum das wichtig ist. Diese Messgrößen bilden die Grundlage für die Forschung in den Bereichen CFTR/ENaC-Physiologie, IBD, Zöliakie, Durchfallmodelle, Atemwegshydratation, Hautbarriere und Arzneimittelabsorption/Toxizität.

2) Die Physik: PD, I _sc und TEER verstehen

Lassen Sie uns die zugrundeliegenden physikalischen Prinzipien betrachten, damit Sie nicht einfach nur „Knöpfe drücken“. Das Ohmsche Gesetz (U = I × R) gilt hier direkt: Spannung ist gleich Stromstärke mal Widerstand – kennen Sie also zwei Größen, können Sie die dritte berechnen. Klemmen Sie das Gewebe auf 0 mV, repräsentiert der fließende Strom (I_{_sc} ) die Nettoionenbewegung, da Sie die treibende Spannung entfernt haben. Der TEER-Wert ist der elektrische Widerstand des Gewebes und spiegelt die Integrität der Tight Junctions und die allgemeine Barrierequalität wider.

Sie müssen auch reale Faktoren wie den Serienwiderstand der Lösung oder der Elektrodenanordnung berücksichtigen. Durch die Platzierung der Messelektroden nahe am Gewebe lässt sich dieser Fehler reduzieren. Es ist außerdem wichtig, den Unterschied zwischen Gleichstrommessungen (Stromsprung und Spannungsänderung) und Wechselstromimpedanzmessungen (Sinussignale) zu verstehen, um resistive und kapazitive Beiträge zu trennen. Schließlich erhalten Sie präzisere Daten, indem Sie den Blindwiderstand subtrahieren, die Flüssigkeitspotentiale korrigieren und alle Werte auf die exponierte Gewebefläche normieren. Diese Schritte gewährleisten, dass die generierten Messwerte die biologischen Prozesse und nicht die Hardware widerspiegeln.

• Ohmsches Gesetz (Gewebe): V = I × R .

  Bei einer Spannung von 0 mV entspricht der injizierte Strom I _sc dem Nettotransport durch Elektrogenese (z. B. CFTR-vermittelte Cl⁻-Sekretion abzüglich der ENaC Na⁺-Absorption).

• Die Serienwiderstände (Lösung + Elektroden + Brücken) befinden sich außerhalb des Gewebes. Durch eine gute Kammerkonstruktion werden die spannungsmessenden Elektroden nahe am Gewebe platziert, um den Serienspannungsabfall zu minimieren.

• AC vs DC TEER.

  • Gleichstromimpuls/-schritt: Kurzzeitig einen kleinen Strom einspeisen; ΔV/ΔI berechnen.

  • Wechselstromimpedanz: Eine kleine Sinuswelle (z. B. 1 kHz) kann den Epithelwiderstand und die Epithelkapazität isolieren, wenn sie von der Elektronik unterstützt wird.

Korrekturen anzuwenden

• Flüssigkeitspotentiale (LJP): Ionenstärke anpassen; KCl-Agarbrücken verwenden.

• Offsetkorrektur: In symmetrischen Lösungen die Messelektroden kurzschließen; vor dem Aufbringen des Gewebes eine Basis-PD von ≈ 0 mV einstellen.

• Flächennormalisierung: Geben Sie µA/cm² (I _sc ) und Ω·cm² (TEER) immer unter Verwendung der wahren Aperturfläche an.

3) Verwendung der Kammerhardware: Funktion der einzelnen Komponenten

Jedes Bauteil der Ussing-Kammer hat seinen Zweck, und das Verständnis ihrer Funktionsweise trägt zu zuverlässigen Messergebnissen bei. Der Kammerkörper und die Schieber fixieren das Gewebe und definieren die zu messende Oberfläche. Dichtungen verhindern Leckagen, die die Messwerte erheblich verfälschen können. Elektroden und ihre Agarbrücken übertragen Spannung und Strom, ohne das Gewebe zu kontaminieren. Temperatur-, Sauerstoff- und Perfusionssysteme halten das Gewebe während des gesamten Experiments vital und physiologisch stabil. Der Verstärker bzw. die Klemme ist das Herzstück der Anlage: Er injiziert Strom, misst die Spannung und erfasst jede elektrische Veränderung. Sind alle Komponenten korrekt konfiguriert, erhält man stabile Basislinien, konsistente Messwerte und verlässliche Ergebnisse. Schon eine einzige Fehlkonfiguration – falsche Brückenlänge, lockere Dichtung, kalte Lösung – kann die Datenqualität erheblich beeinträchtigen.

Kammern und Schieber (Blenden)

• Klassische Split-Half-Varianten: maximale Flexibilität; höheres Ballgefühl erforderlich.
• EasyMount : geführte, schnelle und wiederholbare Montage; reduziert Gewebeschäden und Variabilität.
• Die Apertur bestimmt die Empfindlichkeit und die Normalisierung (üblich: 0,071–0,64 cm²).
• Dichtungen (Dicke, Nachgiebigkeit) steuern die Kompression; zu festes Anziehen verursacht Leckagen an den Rändern oder Ischämie.

Elektroden und Brücken

• Ag/AgCl-Elektroden über Agar–KCl-Brücken (z. B. 3 M KCl in 2–3 % Agar).
• Die Messelektroden sollten nah am Gewebe, die Stromelektroden weiter entfernt platziert werden.
• Wartung: Ag-Drähte regelmäßig neu chloridieren; trübe oder ausgetrocknete Brücken ersetzen.

Perfusion, Gas, Temperatur

• Gaslift mit 95 % O₂ / 5 % CO₂ (Carbogen) für Bicarbonatpuffer; sanftes Einleiten von Gasblasen reduziert ungerührte Schichten.
• Die Perfusion (konstant oder intervallweise) verhindert Erschöpfung/Anreicherung und hält die eingestellten Wirkstoffkonzentrationen aufrecht.
• Temperatur : 37 °C mit Block- oder Inline-Heizungen und kalibrierten Sonden; selbst Drift von 1–2 °C ändert I _sc /TEER.

Klemmen und Datenerfassung

• Spannungs-Strom-Klemmen (ein-/mehrkanalig) messen Teilentladungen, speisen Strom ein und berechnen automatisch I _sc /TEER.
• Datenerfassung : Zeitgestempelte Ereignisse, Protokollschritte und Annotationen verbessern die Reproduzierbarkeit.

Sie suchen Systeme? Sehen Sie sichUssing-Kammer-Systeme und das Ussing-Kammer-Protokoll an.

4) Nutzung von Kammerlösungen und Rezepten (Praxisbeispiele)

Die verwendeten Lösungen sind genauso wichtig wie die Hardware. Pufferlösungen wie Krebs-Ringer-Bicarbonat liefern die Ionen, den pH-Wert und das osmotische Gleichgewicht, die das Gewebe für eine normale Funktion benötigt. Stimmt die chemische Zusammensetzung nicht, ist auch die Physiologie gestört. In diesem Abschnitt wird erklärt, wie man ausgewogene Lösungen herstellt, sie mit Sauerstoff anreichert, erwärmt und den pH-Wert vor Versuchsbeginn überprüft. Außerdem wird erläutert, wie asymmetrische Lösungen oder spezifische Substrate zur Untersuchung bestimmter Transportwege eingesetzt werden können.

Pharmakologische Wirkstoffe wie Amilorid, Forskolin, IBMX, Bumetanid oder Glucose helfen dabei, aktive Kanäle und Transporter zu identifizieren. Tracer wie FITC-Dextran oder radioaktiv markierte Substanzen ermöglichen die direkte Messung der Permeabilität. Die Kernaussage ist einfach: Der Puffer ist nicht einfach nur „Salzwasser“. Er stellt ein kontrolliertes chemisches Milieu dar, das das Verhalten des Gewebes und die messbaren Parameter bestimmt.

Bitte prüfen Sie dies mit Ihrer Ethikkommission (IACUC/IRB/SOP). Die Pufferzusammensetzung beeinflusst LJPs, Transportkräfte und die Lebensfähigkeit.

Krebs-Ringer-Bicarbonat (typisch)

• NaCl 117 mM, KCl 4,7 mM, CaCl₂ 2,5 mM, MgSO₄ 1,2 mM, KH₂PO₄ 1,2 mM, NaHCO₃ 25 mM, Glucose 10 mM
• Gasmischung aus 95 % O₂ / 5 % CO₂, 37 °C

Mannitol/Glucose-Osmotische Paarung (symmetrische Osmolalität)

• Serosal: Glucose 10 mM; apikal: Mannitol 10 mM (oder umgekehrt), um Transportasymmetrien zu isolieren.

Gängige Modulatoren

• Amilorid (apikal) → ENaC-Blockade (↓ Na⁺-Absorption)
• Forskolin/IBMX → ↑ cAMP → ↑ CFTR-vermittelte Cl⁻-Sekretion
• Bumetanid (basolateral) → NKCC1-Blockade (begrenzt die Cl⁻-Beladung → ↓ Sekretion)
• CFTR inh -172 → hemmt CFTR-Ströme

Tracer-Beispiele für Fluss

• Parazellulär: Mannitol, FITC-Dextran (3–4 kDa)
• Transzellulär: radioaktiv markierte Glukose, Aminosäuren (Sicherheitsprotokolle beachten)

5) Protokoll zur Verwendung der Kammer: Schrittweise Standardarbeitsanweisung (praxiserprobt)

Die Durchführung eines Ussing-Kammer-Experiments besteht aus einer Abfolge präzise getakteter Schritte. Zunächst werden alle relevanten Parameter überprüft – Brückenoffset, Temperatur, Gasfluss und Lösungsqualität. Anschließend wird das Gewebe oder die Monolage vorbereitet, wobei darauf geachtet wird, dass sie nicht gerissen, ausgetrocknet oder unter Spannung montiert ist. Bei der Montage sind die korrekte Ausrichtung und Abdichtung entscheidend; selbst kleinste Falten können Leckagen oder Kurzschlüsse verursachen und somit die Messdaten verfälschen. Nachdem das Gewebe positioniert ist, lässt man das System sich stabilisieren, bis sich die Basisspannung oder der Basiswiderstand eingestellt hat. Erst dann werden Behandlungen oder Stimuli angewendet.

Wenn Ihr Experiment Flussmessungen umfasst, entnehmen Sie zeitlich abgestimmte Proben von der Empfangsseite. Am Ende des Messlaufs überprüfen Sie erneut die Basiswerte, dokumentieren alle Abweichungen und stellen sicher, dass das Gewebe intakt geblieben ist. Durch diese Vorgehensweise erhalten Sie reproduzierbare Ergebnisse anstelle von Vermutungen.

A. Vorlaufprüfungen (10–20 Min.)

1. Elektrodenversatz: Tauchen Sie beide Messspitzen in denselben Puffer; stellen Sie PD ≈ 0 mV ein.
2. Brückengesundheit: sanftes Ansaugen → freier Fluss; keine Blasen.
3. Temperatur: Kammern bei 37 °C (±0,2 °C) stabilisieren.
4. Lösungen: Vorwärmen und Begasen; pH-Wert (7,3–7,4) und Osmolalität (±5 mOsm) überprüfen.
5. Blank TER: Montage mit Dichtung/ohne Gewebe, falls SOP R _blank vorschreibt.

B. Vorbereitung von Gewebe/Einlage

• Natives Gewebe: Sorgfältig präparieren; entlang der Mesenterialgrenze öffnen; bis zur Öffnung zuschneiden.
• Monolagen (z. B. Transwell): spülen, 15–30 min äquilibrieren; bei Bedarf Adapterschieber verwenden.

C. Montage (2–5 Min. mit EasyMount)

• Gewebe ausrichten (Schleimhaut → apikal, Serosa → basolateral).
• Zum Versiegeln komprimieren – keine Falten oder Kantenüberstände .
• Perfusion/Gaszufuhr starten; 10–20 Minuten warten, bis sich der Ausgangswert stabilisiert hat.

D. Erfassung der Ausgangswerte

• Aufzeichnung von PD, I _sc im Steady State (Drift < 1%/min).
• Messen Sie TER über ΔI oder AC-Routine; berechnen Sie TEER .

E. Interventionen (Beispiele)

1. Amilorid (apikal) → ↓ I _sc (blockiert ENaC)
2. Forskolin/IBMX (bilateral oder basolateral) → ↑ I _sc (aktiviert CFTR)
3. Bumetanid (basolateral) → ↓ Sekretionsstrom (blockiert NKCC1)
4. Testsubstanzen apikal/serös; PD/I _sc im Zeitverlauf verfolgen; Proben für den Fluss sammeln.

F. Flussmessung

• Intervalle definieren (z. B. alle 10–15 min); Sinkbedingungen aufrechterhalten (Empfänger < 10 % der Spenderkonzentration).
• Berechnen Sie P_{_app} und den Abstand ; normieren Sie auf Fläche und Zeit.

G. Abverkauf & Qualitätskontrolle

• Überprüfen Sie Offset und Leerzeichen erneut , um die Stabilität zu bestätigen.
• Temperatur-/pH-Abweichungen protokollieren; Gewebe auf Randbeschädigungen untersuchen.

6) Nutzung von Kammerdatenanalyse, Normalisierung und Berichtserstellung

Die Datenerfassung ist nur die halbe Miete – die korrekte Datenverarbeitung ist entscheidend für die Interpretation. In diesem Abschnitt wird erklärt, wie Rohdaten in standardisierte Werte wie die _Stromdichte (µA/cm²) und den TEER-Wert (Ω·cm²) umgerechnet werden. Diese Normalisierungen ermöglichen Vergleiche zwischen verschiedenen Geweben und Öffnungsweiten. Sie lernen außerdem, wie Sie Zeitreihen übersichtlich darstellen, Ereignisse wie die Zugabe von Medikamenten kennzeichnen und geeignete statistische Verfahren auswählen.

Eine korrekte Berichterstattung umfasst die Dokumentation der Lösungszusammensetzung, des Gewebeursprungs, der Aperturgröße, der Ausgangswerte, der Temperatur, der Elektrodenkonfiguration und aller während des Versuchs beobachteten Anomalien. Ziel ist Transparenz und Reproduzierbarkeit. Durch die korrekte Analyse und Berichterstattung Ihrer Daten können andere Forschende Ihre Ergebnisse ohne Spekulationen interpretieren – und Sie können Experimente über verschiedene Tage, Teams oder Projekte hinweg zuverlässig vergleichen.

Normalisierung

• I _sc zu µA/cm²: durch die Aperturfläche teilen.
• TEER zu Ω·cm²: (R sample − R blank ) × Area
• Die angegebenen Werte sind Mittelwerte ± Standardfehler des Mittelwerts (SEM) , n Tiere , n Gewebe/Tier ; Pseudoreplikation vermeiden.

Typische Diagramme

• Zeitlicher Verlauf von I _sc mit annotierten Ergänzungen.
• TEER-Verlauf vor und nach der Behandlung.
• Fluss vs. Zeit; Balkendiagramme von P _app .

Statistiken

• Paarweise Analyse, wenn dasselbe Gewebe als seine eigene Kontrolle dient.
• Gemischte Modelle für Designs mit mehreren Tieren und Geweben.
• Vordefinierte Ausschlusskriterien (Leckagen, instabile Ausgangswerte).

7) Fehlerbehebung in der Ussing-Kammer (Schnelldiagnose)

In jedem Labor treten früher oder später ungewöhnliche Signale auf – driftende Basislinien, verrauschte I _{_sc} -Kurven, instabile TEER-Werte oder unerwartete Ströme. Dieser Abschnitt zeigt, wie man Probleme schnell diagnostiziert, indem man Symptome mit wahrscheinlichen Ursachen verknüpft. Rauschen kann beispielsweise durch Blasen im Messkanal, lose Elektrodenverbindungen oder Erdungsprobleme verursacht werden. Eine driftende Basislinie kann auf Temperaturinstabilität, Gewebeschädigung oder kontaminierte Elektrodenbrücken hinweisen. Extrem niedrige TEER-Werte können durch Leckagen oder übermäßig komprimiertes Gewebe bedingt sein.

Dieser Leitfaden zur Fehlerbehebung lehrt Sie systematisches Vorgehen: Beginnen Sie mit der Hardware, gehen Sie zu Lösungen über und bereiten Sie anschließend das Gewebe vor. Dieser strukturierte Ansatz erspart Ihnen stundenlange Verwirrung und verhindert, dass Sie Experimente verwerfen, die mit einer kleinen Korrektur hätten gerettet werden können.

8) Versuchsaufbau nach Gewebetyp (Verwendung einer Kammer)

Nicht alle Gewebe verhalten sich gleich, und Ihr Protokoll muss den biologischen Gegebenheiten entsprechen. Dieser Abschnitt beschreibt, was Sie bei der Arbeit mit Darmschleimhaut, Atemwegsepithel, Haut, Harnblase, Monolayern und anderen Geweben erwarten können. Jedes Gewebe weist spezifische Ausgangswerte für PD, I_{_sc} und TEER auf. Einige erfordern eine schonendere Präparation, andere eine Gaskontrolle und wieder andere spezifische Inhibitoren oder Agonisten, um aussagekräftige physiologische Daten zu gewinnen. Beispielsweise wird bei Atemwegsmodellen häufig eine Sequenz von Amilorid → Forskolin → Bumetanid verwendet, um die ENaC- und CFTR-Aktivität zu isolieren. Die Haut weist von Natur aus einen hohen TEER-Wert auf und benötigt möglicherweise eine längere Äquilibrierungsphase. Darmgewebe ist fragiler und empfindlicher gegenüber mechanischer Belastung. Die Anpassung des Experiments an das jeweilige Gewebe stellt sicher, dass Ihre Daten die biologischen Gegebenheiten widerspiegeln – und nicht Artefakte, die durch die Anwendung desselben Protokolls auf alle Gewebe entstehen.

Darm/Darm

• Eine Vorinkubation mit Indomethacin sollte erwogen werden, falls Prostaglandine die Reaktionen verfälschen.
• Schonende Schleimhautreinigung; Epithelverletzungen vermeiden.

Atemwege (Luftröhre/Bronchien)

• ENaC-Blockade mit Amilorid (apikal) ; CFTR-Aktivierung mit Forskolin/IBMX ; Bumetanid-Sensitivität beobachten.

Haut

• Dickere, höhere TEER-Werte; gewährleisten eine robuste Abdichtung; ermöglichen eine längere Ausgleichszeit.

Kultivierte Monolayer (z. B. Caco-2, primäre Atemwegszellen)

• Überprüfen Sie die Konfluenz-/TEER-Schwellenwerte; beachten Sie den Stützwiderstand des Filters (Leerwert subtrahieren); verwenden Sie die Schieberegler des Adapters.

9) Checkliste für Qualität und Reproduzierbarkeit

Gute elektrophysiologische Messungen basieren auf Reproduzierbarkeit. Diese Checkliste hilft Ihnen, konsistente Ergebnisse zu erzielen. Überprüfen Sie vor dem Experiment die Elektrodenposition, stellen Sie sicher, dass die Lösungen hinsichtlich pH-Wert und Osmolalität übereinstimmen, und vergewissern Sie sich, dass die Temperatur stabil ist. Achten Sie beim Aufbau auf Faltenbildung, Undichtigkeiten und die korrekte Ausrichtung. Beobachten Sie während der Messung Basislinienabweichungen, Blasenbildung oder Veränderungen der Perfusion. Validieren Sie anschließend erneut den Blindwiderstand und dokumentieren Sie alle Auffälligkeiten. Diese Kontrollpunkte helfen Ihnen, Probleme frühzeitig zu erkennen und Datensätze zu erstellen, die sowohl der Begutachtung durch Fachkollegen als auch der internen Qualitätskontrolle und langfristigen Vergleichen standhalten. Konsistenz ist der Schlüssel, um aussagekräftige wissenschaftliche Ergebnisse von irrelevanten Daten zu unterscheiden.

• Kammermodell, Öffnung, Dichtungscharge erfasst
• Temperatur-/pH-Wert-Werte innerhalb des zulässigen Bereichs
• Elektrodenversatz vorher/nachher
• Basisstabilität (Drift <1%/min)
• Korrekte Seitenzusätze und Zeitstempel
• Flächennormalisierung dokumentiert
• Ausschlusskriterien vordefiniert und angewendet
• Rohdateien archiviert (Zeitreihen + Ereignisprotokoll)

10) Sicherheit und Einhaltung der Vorschriften

Bei Arbeiten mit Ussing-Kammern werden biologische Gewebe, Chemikalien, erhitzte Komponenten und mitunter Radiotracer verwendet. Dieser Abschnitt erklärt daher, wie Sie sicher und gesetzeskonform arbeiten. Sie benötigen die entsprechenden Genehmigungen für menschliches oder tierisches Gewebe, müssen die Biosicherheitsregeln für die Handhabung und Entsorgung von Proben befolgen und sich über die mit Inhibitoren oder Tracern verbundenen chemischen Gefahren im Klaren sein. Auch Gasflaschen, Heizblöcke und elektrische Geräte müssen sicher bedient werden. Diese Richtlinien schützen Sie, Ihr Labor und Ihre Institution und gewährleisten, dass Ihre Arbeit den rechtlichen und ethischen Standards entspricht.

• Radiotracer: Lizenzierung, Abschirmung, Wischtests, getrennte Abfallentsorgung.
• Menschliches/tierisches Gewebe: Genehmigungen der Ethikkommission/des IBCUC, angemessene Biosicherheitsvorkehrungen.
• Chemische Gefahren: Bumetanid, Forskolin, DMSO-Kontrollen; Zugang zum Sicherheitsdatenblatt sicherstellen.

11) Auswahl und Budgetierung des richtigen Ussing-Kammersystems

Die Wahl eines Ussing-Kammer-Systems ist eine strategische Entscheidung, nicht nur ein Kauf. Dieser Abschnitt zeigt Ihnen, wie Sie Ihre wissenschaftlichen Ziele mit der passenden Hardware in Einklang bringen – Kanalanzahl, Aperturgrößen, Perfusionsoptionen, Temperaturregelung, Elektrodensysteme und die Elektronik der Klemmen. Sie erfahren außerdem, wie Sie langfristige Anforderungen wie Durchsatz, Erweiterungspläne und Verbrauchskosten einschätzen. Ein durchdachter Auswahlprozess verhindert Fehlkäufe, Überdimensionierungen oder Geräte, die nicht zu Ihrem experimentellen Workflow passen. Bei der Budgetplanung geht es nicht nur um den Preis; es geht darum, das System zu erwerben, das Ihre wissenschaftlichen Vorhaben über Jahre hinweg unterstützt.

Zielvorgabe

• Lehrtätigkeit / Pilotarbeit: Einkanal, manuelle Klemme, Basisperfusion.
• Core Lab / Pharma: Mehrkanal (4–8+), automatisierte Abläufe, integrierte Datenerfassung.
• Barriere-Screening: Stabile TEER-Messung mit schneller Montage (EasyMount), zuverlässige Perfusions- und Temperaturkontrolle.

Kostenerwartungen (konfigurationsabhängig)

Die Kostenerwartungen variieren je nach verschiedenen Faktoren (Anzahl der Kanäle und Kammerkonfigurationen). Wir konfigurieren Systeme nach Gewebeart, Apertur und Durchsatz.

12) Anhänge zur Ussing-Kammer

Diese Anhänge bieten Ihnen Werkzeuge, auf die Sie häufig zurückgreifen werden. Die Kurzanleitung enthält eine vereinfachte Version des Protokolls zur Schulung neuer Benutzer oder zur Auffrischung der Arbeitsschritte vor einem Versuch. Berechnungstabellen zeigen Ihnen genau, wie Sie TEER, I_{_sc} -Dichte und Permeabilitätswerte berechnen. Berichtsvorlagen helfen Ihnen, die Dokumentation von Versuchsparametern und -ergebnissen zu standardisieren. Die zentrale Organisation dieser Referenzen gewährleistet Klarheit und Konsistenz in Ihrem Team, unabhängig davon, ob Sie mit einer einzelnen Kammer arbeiten oder auf Mehrkanalsysteme skalieren.

A) Schnellstart-Standardarbeitsanweisung (eine Seite)

1. Warme/Gas-Puffer; auf 37 °C einstellen.
2. Null-Elektroden in symmetrischem Puffer.
3. Seidenpapier einlegen (faltenfrei, korrekte Ausrichtung).
4. Stabilisieren; PD/I _sc- Ausgangswert erfassen; TER → TEER messen.
5. Modulatoren hinzufügen (Amilorid → Forskolin/IBMX → Bumetanid usw.).
6. Sammeln Sie Flussproben planmäßig; halten Sie die Senkenbedingungen aufrecht.
7. Abschluss: Offsets erneut prüfen; Ausnahmen dokumentieren.

B) Allgemeine Berechnungen

• I _sc -Dichte: I sc (µA/cm²) = I raw (µA) / Area (cm²)
• TEER: TEER (Ω·cm²) = (R sample − R blank ) × Area
• P _app : P app = (ΔQ/Δt) / (A × C 0 )
• Leitwert: G t = 1 / R (bei Bedarf auf die Fläche normieren)

C) Berichtsvorlage (Kopieren/Einfügen)

• Gewebe: Spezies/Region; Monolayer-Linie & Passage
• Kammer: Modell, Öffnung (cm²), Dichtungsdicke
• Lösungen: Zusammensetzung, pH-Wert, Temperatur; Gasmischung
• Klemme: Modell, Abtastrate, TEER-Methode (DC/AC)
• Ausgangswert PD/I _sc /TEER ± SEM (n Tiere, n Gewebe/Tier)
• Agonisten/Antagonisten: Seite, Konzentration, Fahrzeugkontrolle
• Fluss: Tracer, Probenahmeplan, P_{_app}-Berechnung
• Statistik: Tests, α-Niveau, Ausschlusskriterien

13) Häufig gestellte Fragen zur Ussing Chamber

Der FAQ-Bereich beantwortet die häufigsten praktischen Fragen von Einsteigern und erfahrenen Anwendern: Was genau misst die Kammer? Welche Aperturgröße sollte man verwenden? Wie berechnet man den TEER-Wert korrekt? Kann man TEER und I _{_sc} im selben Experiment messen? Warum driftet meine Basislinie? Diese kurzen Antworten helfen, gängige Missverständnisse auszuräumen und vermeidbare Fehler zu verhindern. So erhalten Forscher leichter zuverlässige Daten, ohne in jedem Experiment dieselben Lektionen erneut lernen zu müssen.