Sistema a Camera di Ussing: Guida Completa per Ricercatori
Questa guida pratica per il laboratorio spiega come le camere di Ussing quantificano il trasporto epiteliale, fornisce flussi di lavoro riproducibili per corrente di cortocircuito (SCC) e TEER, e ti aiuta a scegliere il sistema giusto da Physiologic Instruments per ottenere dati consistenti e di qualità pubblicabile.
Cos'è una Camera di Ussing?
Una camera di Ussing è uno strumento di precisione che misura il trasporto ionico transepiteliale attraverso preparazioni cellulari o tissutali, bloccando il voltaggio e registrando la corrente (SCC - Short Circuit Current) oppure misurando la resistenza (TEER - Trans-Epithelial Electrical Resistance).
Dietro la Scienza:
In modalità SCC, il tessuto viene mantenuto a 0 mV e l'amplificatore inietta corrente per opporsi al potenziale transepiteliale nativo; questa corrente iniettata è proporzionale al trasporto ionico. La tecnica, sviluppata da Hans Ussing e K. Zerahn nel 1951, ha rivoluzionato lo studio della fisiologia epiteliale permettendo misurazioni dirette del flusso ionico attivo.
Il sistema a camera di Ussing è considerato il gold standard per:
- Misurare il trasporto attivo di ioni attraverso epiteli
- Valutare l'integrità della barriera epiteliale
- Studiare la permeabilità e il trasporto di farmaci
- Caratterizzare risposte cinetiche tempo-dipendenti
Componenti Principali del Sistema a Camera di Ussing
Un sistema completo a camera di Ussing comprende quattro elementi integrati, ciascuno critico per ottenere dati affidabili:
1. Camere e Slider
Funzione: Mantengono il tessuto o gli inserti cellulari e definiscono l'apertura (area attiva) e il volume del bagno.
Considerazioni chiave:
- L'area dell'apertura determina la densità di corrente (μA/cm²)
- Il volume della camera influenza il ricambio dei reagenti
- Il materiale deve essere chimicamente inerte (tipicamente acrilico o PTFE)
Sistemi Physiologic Instruments:
- Sistemi EasyMount: Design innovativo con montaggio rapido del tessuto, compatibile con inserti Snapwell, Transwell e tessuti freschi. Disponibili in configurazioni da 2, 4, 6 e 8 camere.
- P2300 EasyMount Chamber: Camera versatile multipurpose per colture cellulari e tessuti animali. Volume utilizzabile 2.0-8.0 mL.
- P2400 Low-Volume Chamber: Camera a volume ridotto (1.0-5.0 mL) ideale per reagenti costosi e studi FLUX. Area massima 0.71 cm².
2. Elettrodi
Funzione: Coppie Ag/AgCl per rilevamento del voltaggio e passaggio della corrente, posizionati simmetricamente su entrambi i lati del tessuto.
Best practices:
- Utilizzare elettrodi Ag/AgCl preparati di fresco o acquistati pre-fabbricati
- Accoppiare elettrodi con offset < 3 mV per ridurre il rumore
- Posizionare i ponti di agar equidistanti dall'apertura del tessuto
- Sostituire periodicamente gli elettrodi quando l'offset aumenta
Soluzioni PI: Gli elettrodi Physiologic Instruments (modello P2020) sono Ag/AgCl sets progettati per uso con i sistemi EasyMount, forniti con lead sets (P2024-40) per connessioni affidabili.
3. Amplificatore / Voltage Clamp
Funzione: Controllo multicanale per modalità SCC/TEER con acquisizione dati in tempo reale.
Caratteristiche essenziali:
- Circuito di voltage clamp con risposta rapida (< 1 ms)
- Risoluzione di corrente sub-microampere
- Acquisizione dati sincronizzata multicanale
- Pulsing TEER automatico senza interruzione della SCC
Amplificatori PI:
- VCC MC8 Multi-Channel: Voltage/current clamp system con controllo multicanale e optiGain per misurazioni precise di TEER e corrente di cortocircuito.
- VCC MC6: Sistema modulare voltage/current clamp con fino a 8 unità individuali, pulse generator e interfaccia computer.
- Compatibili con software Acquire & Analyze per acquisizione e analisi dati automatizzata.
4. Sistema di Perfusione e Riscaldamento
Funzione: Mantiene temperatura, gassificazione e scambio di soluzioni costanti durante l'esperimento.
Parametri di controllo:
- Temperatura: tipicamente 37°C ± 0.1°C
- Gassificazione: 95% O₂/5% CO₂ per buffer bicarbonato
- Velocità di perfusione: 2-5 mL/min per lato
Accessori PI:
- Blocchi riscaldanti anodizzati in alluminio con manifold temperatura
- Valvole regolazione aria (P2060) per gassificazione controllata
- Chamber caps e tubing kits (TK-7) per configurazioni complete
- Gas washing bottles (GWB1) per umidificazione gas
Quando Utilizzare una Camera di Ussing: Applicazioni di Ricerca
Il sistema a camera di Ussing è uno strumento versatile utilizzato in numerosi campi della ricerca fisiologica e farmacologica:
Studi di Funzione CFTR e ENaC
Misura diretta dell'attività dei canali ionici epiteliali, fondamentale per la ricerca sulla fibrosi cistica e patologie polmonari.
Protocollo tipico: Baseline SCC → Amiloride (blocco ENaC) → Forskolina (attivazione CFTR) → CFTRinh-172 (inibizione CFTR)
Sistema consigliato: Sistemi EasyMount con P2300 chambers per monostrati cellulari o tessuti delle vie aeree.
Integrità della Barriera via TEER
Valutazione non invasiva della tenuta delle giunzioni strette e della funzione di barriera in tempo reale.
Range tipici:
- Caco-2 (intestinale): 200-500 Ω·cm²
- MDCK (renale): 100-200 Ω·cm²
- Epitelio intestinale nativo: 20-150 Ω·cm²
Vantaggio PI: Il software Acquire & Analyze calcola automaticamente TEER normalizzato per area con compensazione della resistenza della soluzione.
Trasporto e Permeabilità di Farmaci
Caratterizzazione bidirezionale del passaggio di composti attraverso barriere epiteliali, essenziale per lo sviluppo farmaceutico.
Parametri misurabili:
- Permeabilità apparente (Papp)
- Rapporti di efflusso (ER)
- Trasporto attivo vs. passivo
Setup ideale: Sistemi EasyMount con P2400 low-volume chambers per ridurre l'uso di reagenti costosi.
Cinetica Dose-Risposta e Tempo-Risposta
Monitoraggio continuo delle risposte farmacologiche con risoluzione temporale sub-secondo.
Applicazioni:
- Curve dose-risposta di agonisti/antagonisti
- Studi di desensibilizzazione recettoriale
- Caratterizzazione di onset e offset di farmaci
Capacità PI: Il sistema VCC MC8 con software Acquire & Analyze permette acquisizione dati continua e protocolli automatizzati per riproducibilità.
Modelli di Malattia e Screening Composti
Valutazione di tessuti patologici o tessuti trattati con tossine, infezioni o stimoli infiammatori.
Esempi di ricerca:
- Tossine batteriche su barriera intestinale
- Citochine infiammatorie su epitelio polmonare
- Screening di composti terapeutici per ripristino di barriera
Protocollo Validato per Corrente di Cortocircuito (SCC)
Questo protocollo passo-passo garantisce misurazioni SCC riproducibili e di alta qualità. Tempo totale: 2-4 ore a seconda del modello di tessuto.
Passo 1: Preparazione dei Tamponi e degli Elettrodi (30-60 min)
Tamponi:
- Preparare soluzione Ringer o Krebs-Henseleit modificata
- Verificare osmolarità (280-300 mOsm/L) con osmometro
- Pre-gassificare con 95% O₂/5% CO₂ per 15-20 minuti
- Riscaldare a 37°C prima dell'uso
Nota: Utilizzare buffer di alta qualità con osmolarità verificata per garantire risultati riproducibili.
Elettrodi:
- Controllare offset tra coppie di elettrodi (< 3 mV accettabile)
- Preparare ponti di agar (3% agar in 3 M KCl)
- Riempire i ponti senza bolle d'aria
Passo 2: Montaggio del Tessuto (15-30 min)
Per inserti cellulari (EasyMount):
- Rimuovere l'inserto dalla piastra di coltura
- Sciacquare delicatamente con buffer riscaldato
- Posizionare l'inserto nello slider EasyMount
- Montare lo slider nella camera con O-ring correttamente posizionato
- Serrare uniformemente le viti per sigillare senza comprimere eccessivamente
Per tessuti freschi (P2400):
- Sezionare il tessuto alla dimensione corretta (leggermente più grande dell'apertura)
- Orientare correttamente il tessuto (lato apicale/basolaterale)
- Posizionare tra le emicamere con pin di supporto se necessario
- Assemblare rapidamente per minimizzare l'ipossia
Controllo perdite:
- Riempire entrambi i lati con buffer
- Verificare assenza di bolle nell'apertura
- Attendere 2-3 minuti e controllare il livello del liquido
Passo 3: Equilibrazione e Baseline (20-40 min)
- Collegare gli elettrodi alle porte della camera
- Avviare il software Acquire & Analyze di PI
- Impostare voltage clamp a 0 mV
- Avviare gassificazione continua (95% O₂/5% CO₂)
- Monitorare SCC fino alla stabilizzazione (< 5% variazione in 10 min)
- Registrare baseline SCC per 5-10 minuti
Criteri di qualità baseline:
- TEER > valore soglia specifico del tessuto
- Drift SCC < 2 μA/h
- Rumore < 1 μA peak-to-peak
Passo 4: Sequenza Farmacologica (60-120 min)
Protocollo standard per studio canali ionici epiteliali:
| Tempo | Intervento | Concentrazione | Risposta Attesa |
|---|---|---|---|
| 0-20 min | Baseline | - | SCC stabile |
| 20-35 min | Amiloride (apicale) | 10 μM | ↓ SCC (blocco ENaC) |
| 35-60 min | Forskolina (bilaterale) | 10 μM | ↑ SCC (attivazione CFTR) |
| 60-75 min | CFTRinh-172 (apicale) | 10 μM | ↓ SCC (inibizione CFTR) |
| 75-90 min | Ouabaina (basolaterale) | 100 μM | ↓ SCC (blocco Na⁺/K⁺-ATPasi) |
Best practice aggiunta composti:
- Preparare soluzioni stock in DMSO (< 0.1% finale)
- Pre-riscaldare i composti a 37°C
- Aggiungere lentamente per evitare gradienti di temperatura
- Mescolare delicatamente dopo l'aggiunta (pipettando o con bolla di gas)
- Attendere il picco di risposta prima dell'intervento successivo
Passo 5: Pulsing TEER Durante SCC (opzionale)
Il sistema VCC MC8 di Physiologic Instruments permette misurazioni TEER automatiche senza interrompere il voltage clamp SCC:
- Impostare parametri impulso: ΔV = 1-5 mV, durata 1 s
- Frequenza impulso: ogni 60 s (regolabile)
- Il software calcola automaticamente: R = ΔV / ΔI
- TEER normalizzato: R × Area (Ω·cm²)
Questo permette di monitorare integrità di barriera in parallelo al trasporto ionico.
Passo 6: Controlli di Qualità ed Esportazione Dati
Verifiche finali:
- Confermare risposte ai farmaci coerenti con letteratura
- Verificare assenza di deriva anomala post-esperimento
- Controllare TEER finale (non deve essere degradato > 30%)
- Documentare osmolarità finale tamponi
Esportazione e analisi:
- Esportare dati grezzi (.csv o .xlsx) dal software Acquire & Analyze
- Calcolare ΔIsc per ciascun intervento: Δ = (Plateau post-farmaco) - (Baseline pre-farmaco)
- Normalizzare per area: corrente di densità (μA/cm²)
- Analisi statistica: ANOVA, t-test appaiati con correzione multipla
💡 Suggerimento:
Il software Acquire & Analyze di Physiologic Instruments può essere utilizzato per standardizzare l'acquisizione dati e migliorare la riproducibilità tra esperimenti e operatori.
Flusso di Lavoro Rapido per Misurazioni TEER
Le misurazioni TEER (Trans-Epithelial Electrical Resistance) forniscono una valutazione rapida e non distruttiva dell'integrità della barriera epiteliale. Tempo totale: 5-15 minuti.
Metodo Standard: Applicazione di Impulso di Voltaggio
Setup (2 min):
- Montare tessuto/inserto come descritto nella sezione protocollo SCC
- Equilibrare per 5-10 minuti a 37°C
- Verificare assenza di bolle nell'apertura
Misurazione (1 min):
- Applicare piccolo impulso di voltaggio (ΔV = 1-5 mV, durata 1 s)
- Registrare deflessione di corrente risultante (ΔI)
- Software PI calcola automaticamente: R = ΔV / ΔI (Ω)
- Normalizzazione per area: TEER = R × Area (Ω·cm²)
Compensazione Resistenza Soluzione:
Per accuratezza massima, sottrarre la resistenza della soluzione (misurata senza tessuto):
TEERcorretto = (Rtotale - Rsoluzione) × Area
Monitoraggio nel Tempo:
Per studi longitudinali (es. formazione giunzioni strette, effetti farmaci su barriera):
- Misurare TEER a intervalli regolari (es. ogni 24h)
- Tracciare TEER vs tempo per cinetica di maturazione/degradazione
- Utilizzare funzione di trending automatico del software PI
Valori TEER di Riferimento (Ω·cm²):
- Caco-2 (intestinale): 200-500 dopo 21 giorni
- MDCK (renale): 100-200 dopo 3-5 giorni
- HUVEC (endoteliale): 20-40 dopo 3-5 giorni
- BBB co-culture: > 150 per barriera stretta
- Epitelio intestinale ratto: 20-80 (variabile per regione)
- Epitelio polmonare: 500-2000 (alveoli altamente stretti)
Vantaggio del VCC MC8:
Il sistema VCC MC8 di Physiologic Instruments è progettato per misurazioni TEER durante esperimenti con voltage clamp, permettendo monitoraggio dell'integrità di barriera in parallelo con misurazioni di trasporto ionico.
Lista di Controllo per Qualità dei Dati
Seguire questa checklist prima, durante e dopo ogni esperimento per garantire dati robusti e riproducibili:
✓ Pre-Esperimento
- Elettrodi accoppiati con offset < 3 mV
- Ponti di agar preparati di fresco, senza bolle
- Tamponi verificati per osmolarità (± 5 mOsm/L tra apicale e basolaterale)
- Tamponi degassati e pre-gassificati con 95% O₂/5% CO₂
- Temperatura stabilizzata a 37 ± 0.5°C
- Sistema di gassificazione funzionante e umidificato
- Tessuto/inserto preparato secondo protocollo standardizzato
- Controllo perdite completato (no gocce, livelli stabili)
✓ Durante l'Esperimento
- Baseline SCC stabile (< 5% variazione in 10 min)
- TEER iniziale entro range atteso per tipo di tessuto
- Nessuna bolla attraversa l'apertura del tessuto
- Rumore elettrico < 1 μA peak-to-peak
- Temperatura mantenuta costante (± 0.5°C)
- Gassificazione continua senza interruzioni
- Composti aggiunti secondo timing protocollare
- Ogni intervento farmacologico raggiunge plateau
✓ Post-Esperimento
- Risposte farmacologiche coerenti con letteratura
- Corrente sensibile agli inibitori > 50% baseline (per quel pathway)
- TEER finale non degradato > 30% rispetto a inizio
- Assenza di deriva anomala dopo aggiunta composti
- Dati grezzi salvati con metadati completi
- Calcoli di normalizzazione verificati (area, resistenza soluzione)
- Documentazione fotografica setup (per troubleshooting futuro)
⚠️ Red Flags di Qualità:
Se uno qualsiasi di questi si verifica, i dati potrebbero non essere affidabili:
- Baseline SCC varia > 20% durante equilibrazione
- TEER < 50% del valore atteso prima di iniziare
- Nessuna risposta a farmaci con efficacia nota
- Deriva unidirezionale continua (> 5 μA/h)
- Rumore ad alta frequenza improvviso (problema elettrico)
- Bolle visibili nell'apertura o perdite evidenti
Matrice di Risoluzione Problemi
Questa tabella diagnostica aiuta a identificare rapidamente la causa e la soluzione per problemi comuni negli esperimenti con camera di Ussing:
| Sintomo | Cause Probabili | Soluzione | Prevenzione |
|---|---|---|---|
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Baseline instabile / Deriva SCC varia costantemente, non si stabilizza |
• Offset elettrodi elevato • Bolle nei ponti o nell'apertura • Temperatura non stabile • Gassificazione intermittente • Perdita nella camera |
• Ri-accoppiare/sostituire elettrodi • Riempire ponti eliminando bolle • Attendere stabilizzazione termica • Verificare flusso gas costante • Smontare e riassemblare camera |
• Testare elettrodi pre-esperimento • Degassare tamponi sotto vuoto • Pre-riscaldare blocchi 30 min • Controllare regolatori gas • Usare O-ring nuovi, serrare uniformemente |
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Rumore elevato / Basso SNR Segnale irregolare, difficile vedere risposte |
• Problemi di grounding • Interferenza elettrica 50/60 Hz • Connessioni elettrodi allentate • Cavi danneggiati • Elettrodi sporchi/ossidati |
• Verificare connessione terra amplificatore • Allontanare da fonti elettriche • Serrare connettori elettrodi • Ispezionare/sostituire cavi • Pulire elettrodi con soluzione satura KCl |
• Usare gabbia di Faraday se necessario • Setup su tavolo antivibrazioni • Manutenzione regolare elettrodi • Cavi schermati di qualità • Sistemi PI hanno filtering avanzato integrato |
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TEER troppo basso Resistenza inferiore alle aspettative |
• Tessuto/monostrato danneggiato • Giunzioni strette non formate • Perdita (bypass corrente) • Inserto montato male • Coltura non matura |
• Scartare preparazione, usare nuovo tessuto • Attendere maturazione coltura (Caco-2: 21d) • Controllare sigillatura, riassemblare • Verificare tecnica montaggio • Controllare condizioni coltura |
• Manipolare tessuti delicatamente • Validare TEER pre-esperimento • Training su tecnica montaggio • SOPs rigorose per colture cellulari • EasyMount PI riduce danno montaggio |
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Nessuna risposta a inibitori Farmaci non producono cambio SCC atteso |
• Reagente scaduto/degradato • Concentrazione errata • Ordine di applicazione errato • Lato camera sbagliato (apicale vs basolaterale) • Pathway ionico non attivo in quel tessuto |
• Preparare stock fresco da polvere • Ricontrollare calcoli diluizione • Seguire sequenza protocollare standard • Verificare orientamento tessuto • Consultare letteratura per quel modello |
• Aliquotare stock, congelare -80°C • SOP per preparazione composti • Checklist sequenza farmaci • Marcare lati camera (A/B) • Controlli positivi in ogni sessione |
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Corrente negativa anomala SCC va nella direzione opposta |
• Elettrodi invertiti • Tessuto montato al contrario • Polarità amplificatore invertita • Trasporto ionico non-standard |
• Controllare cablaggio elettrodi • Verificare orientamento tessuto • Controllare settings software • Validare con controllo noto |
• Etichettare chiaramente apicale/basolaterale • Codice colore cavi elettrodi • Template software pre-configurato • Protocolli visuali passo-passo |
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Deriva dopo aggiunta composto Corrente non raggiunge plateau, deriva continua |
• Effetto temperatura (composto freddo) • Gradiente osmotico • Solvente (DMSO) in eccesso • Danno tessuto da composto • Miscelazione inadeguata |
• Pre-riscaldare soluzioni a 37°C • Verificare osmolarità post-aggiunta • Ridurre concentrazione DMSO < 0.1% • Valutare tossicità composto • Mescolare delicatamente dopo aggiunta |
• SOPs gestione composti • Verifica osmolarità tutte le soluzioni • Limiti DMSO nei protocolli • Test preliminari tossicità • Tecnica standardizzata aggiunta |
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Variabilità tra repliche CV% alto tra camere/esperimenti |
• Preparazione tessuto non standardizzata • Età/passaggio cellule variabile • Operatori differenti • Timing non sincronizzato • Apparecchiatura non calibrata |
• Sviluppare SOPs dettagliate • Controllare passaggio cellule (P20-30) • Training intensivo operatori • Protocolli automatizzati • Calibrare regolarmente strumenti |
• SOPs scritte con foto • Banche cellulari caratterizzate • Certificazione operatori • Software PI con automazione • Manutenzione preventiva schedulata |
💡 Supporto Physiologic Instruments:
Per assistenza tecnica e informazioni sui sistemi, contatta Physiologic Instruments attraverso il loro sito web: physiologicinstruments.com/pages/contact
Selettore Prodotti Physiologic Instruments
Scegliere il sistema a camera di Ussing giusto per la tua ricerca è fondamentale per ottenere dati di qualità. Questa guida ti aiuta a identificare la configurazione ottimale in base al tuo modello sperimentale:
| Applicazione / Tipo Tessuto | Sistema Consigliato | Vantaggi Chiave | Link |
|---|---|---|---|
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Monostrati cellulari (Caco-2, MDCK, T84, colture primarie su inserti) |
EM-CSYS-8 8-Channel EasyMount System Include: • 8 camere P2300 • 8 set elettrodi P2020 • 8 lead sets P2024-40 • Stand con heating block |
• Compatibilità universale inserti (Snapwell, Transwell, Millicell, Nunc) • Montaggio rapido con sistema slider • Throughput alto (8 esperimenti simultanei) • Volume utilizzabile: 2.0-8.0 mL • Design EasyMount brevettato |
Scopri EasyMount |
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Tessuti animali volume ridotto (intestino ratto, tessuti con reagenti costosi) |
EM-LVSYS-8 8-Channel Low-Volume System Include: • 8 camere P2400 • 8 set elettrodi • Valvole aria P2060 • Stand sistema completo |
• Volume ridotto 1.0-5.0 mL • Risparmio reagenti costosi • Area apertura max 0.71 cm² • Ideale per studi FLUX • Usa slider serie P24xx |
Scopri Low-Volume |
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Tessuti intestinali ratto/coniglio (intestino, colon, tessuti nativi) |
EM-RSYS-8 8-Channel Rat Tissue System Include: • 8 camere P2250 • Slider P2252 (area 1.00 cm²) • Set elettrodi completi • Hardware montaggio tessuto |
• Specifico per intestino ratto, cavia, coniglio • Slider dedicati area 1.00 cm² • Setup ottimizzato tessuti freschi • Sistema EasyMount rapido • Validato per ricerca GI |
Scopri Rat Tissue |
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Sistemi 4 o 6 canali (laboratori piccoli, budget limitato) |
EM-CSYS-4 / EM-CSYS-6 Configurazioni scalabili: • 2-channel: EM-CSYS-2 • 4-channel: EM-CSYS-4 • 6-channel: EM-CSYS-6 |
• Prezzo accessibile • Stesse prestazioni sistemi 8-channel • Espandibile in futuro • Ideale per startup labs • Tutti i vantaggi EasyMount |
Vedi Opzioni |
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Sistema completo con acquisizione dati (setup chiavi in mano) |
P2300 EasyMount Complete System Include: • Camere e stand • VCC MC8-8S voltage/current clamp • Acquire & Analyze software • DI-720P data acquisition • DM-MC6 Input Modules |
• Soluzione completa integrata • Software Acquire & Analyze incluso • Acquisizione dati real-time • Analisi automatica TEER/SCC • Pronto all'uso |
Sistema Completo |
Hai bisogno di aiuto per scegliere la configurazione?
Visita il sito web Physiologic Instruments per maggiori informazioni sui sistemi disponibili:
- 📧 Email: Contatta tramite il form sul sito physiologicinstruments.com/pages/contact
- 🌐 Sito web: physiologicinstruments.com
- 📋 Informazioni prodotti: Ussing Chamber Systems Collection
Accessori e Componenti
Tutti i sistemi PI includono o possono essere configurati con:
- Elettrodi Ag/AgCl: Set P2020 e P2020-S per misurazioni accurate
- Slider EasyMount: Serie P23xx per P2300 chambers, Serie P24xx per P2400 low-volume, Serie P2252 per tessuti ratto
- Electrode Lead Sets: P2024-40 (40 inch) per connessioni affidabili
- Valvole aria: P2060 dual air regulating valves per controllo gassificazione
- Chamber caps e tubing: Caps inclusi, tubing kits TK-7
- Gas washing bottles: GWB1 per umidificazione gas
- Filling needles: FN15 per riempimento preciso camere
Perché Scegliere Physiologic Instruments per i Sistemi a Camera di Ussing
Physiologic Instruments progetta e produce strumentazione per la ricerca sul trasporto epiteliale, con particolare focus sui sistemi a camera di Ussing EasyMount.
🔬 Design EasyMount Brevettato
- Sistema di montaggio rapido che riduce significativamente il tempo di setup
- Compatibilità universale con inserti commerciali (Snapwell, Transwell, Millicell, Nunc)
- Le camere non devono essere rimosse dal heat block durante il montaggio
- Slider intercambiabili per diversi tipi di tessuto
🏭 Prodotto negli USA
- Progettazione e produzione in Stati Uniti
- Oltre 40 anni di esperienza nella strumentazione per fisiologia
- Camere prodotte in acrilico di alta qualità
- Componenti elettronici testati per affidabilità
🔧 Sistemi Integrati Completi
- Voltage/current clamps VCC MC6 e MC8 con optiGain
- Software Acquire & Analyze per acquisizione dati automatizzata
- Compatibilità diretta tra camere, clamp e software
- Configurazioni scalabili da 2 a 8+ canali
🌍 Riconoscimento Internazionale
- Utilizzato da università e aziende in tutto il mondo
- Referenze in migliaia di pubblicazioni scientifiche
- Sistemi validati per ricerca su fibrosi cistica, elettrofisiologia, farmacologia
- Distribuito globalmente attraverso rete di rivenditori
📚 Versatilità Applicazioni
- Studi su trasporto ionico, funzione barriera, permeabilità farmaci
- Compatibile con colture cellulari e tessuti animali/umani
- Misurazioni TEER e corrente di cortocircuito (SCC)
- Applicazioni in ricerca GI, polmonare, renale, cutanea
🔄 Modularità e Espandibilità
- Sistemi EasyMount connettibili serialmente per aumentare numero camere
- Slider disponibili per diverse geometrie e dimensioni tessuto
- Possibilità di combinare P2300, P2400 e P2250 chambers nello stesso setup
- Upgrade possibili nel tempo secondo necessità lab
Domande Frequenti (FAQ)
Quale apertura della camera dovrei scegliere?
Risposta: La scelta dell'apertura dipende da due fattori principali:
- Tipo di tessuto: Monostrati cellulari su inserti → 0.1-0.6 cm² (inserti standard 12mm). Tessuti nativi spessi → 0.7-3.14 cm².
- Magnitude della corrente: Se la corrente è molto alta (> 200 μA), apertura più grande distribuisce meglio. Se la corrente è bassa (< 10 μA), apertura più piccola aumenta densità di corrente misurabile.
Regola pratica: Per Caco-2, MDCK e la maggior parte delle linee cellulari, gli inserti da 12mm (0.6 cm²) sono ideali. Per intestino di ratto/topo, 0.71-1.13 cm². Per intestino umano o pelle, 1.13-3.14 cm².
Come evito la deriva del segnale durante esperimenti lunghi?
Risposta: La deriva è tipicamente causata da instabilità termica, elettrodi che si polarizzano, o cambiamenti osmotici. Per minimizzarla:
- Stabilizzare temperatura almeno 30 min prima dell'esperimento
- Utilizzare elettrodi Ag/AgCl con offset basso (< 3 mV) e cambiarli regolarmente
- Equilibrare il tessuto per 20-30 min prima di registrare baseline
- Evitare bolle nell'apertura (gassificare delicatamente)
- Verificare che tamponi apicale/basolaterale abbiano osmolarità matched (± 5 mOsm/L)
- Utilizzare gassificazione umidificata per prevenire evaporazione
Il software PI include algoritmi di drift correction che possono correggere derive lineari post-acquisizione se necessario.
Posso eseguire SCC e TEER sulla stessa preparazione?
Risposta: Sì, assolutamente! Anzi, è raccomandato. Gli amplificatori VCC MC8 di Physiologic Instruments permettono di:
- Eseguire voltage clamp continuo per SCC
- Applicare automaticamente impulsi di voltaggio brevi (1-5 mV, 1 s) per TEER senza interrompere la SCC
- Calcolare TEER in tempo reale dalla risposta di corrente all'impulso
Questo approccio fornisce informazioni complementari: la SCC rivela il trasporto ionico attivo, mentre TEER monitora l'integrità delle giunzioni strette. Un calo di TEER durante l'esperimento può indicare danno tessutale o aumento di permeabilità paracellulare.
Timing consigliato: Impulsi TEER ogni 60 secondi non interferiscono con misurazioni SCC.
Quanto spesso devo sostituire gli elettrodi Ag/AgCl?
Risposta: La durata degli elettrodi dipende dalla frequenza d'uso e dalla manutenzione:
- Uso quotidiano intenso: Sostituire ogni 3-6 mesi o quando offset > 5 mV
- Uso moderato (2-3 volte/settimana): Ogni 6-12 mesi
- Uso occasionale: Annualmente o quando performance degrada
Manutenzione per prolungare vita:
- Conservare in soluzione satura KCl (non in acqua distillata!)
- Sciacquare con acqua DI dopo ogni uso
- Testare offset settimanalmente anche se non utilizzati
- Re-clorurare elettrodi se strato AgCl si consuma (possibile ma richiede setup elettrochimico)
Physiologic Instruments fornisce elettrodi Ag/AgCl (modello P2020 e P2020-S) per i loro sistemi EasyMount.
Il sistema EasyMount è compatibile con i miei inserti attuali?
Risposta: Sì! Il sistema EasyMount di Physiologic Instruments è progettato per compatibilità universale con tutti i principali inserti commerciali:
- Corning Snapwell (12mm, 24mm)
- Corning Transwell (6.5mm, 12mm, 24mm)
- Millipore Millicell
- Falcon Cell Culture Inserts
- Sarstedt TC Insert
Ogni sistema include slider intercambiabili per adattarsi a diversi formati. Se utilizzi inserti personalizzati o meno comuni, contatta il nostro team tecnico - possiamo fabbricare slider custom su misura.
Nota: Il sistema P2400 tradizionale è invece progettato per tessuti nativi montati direttamente tra emicamere, non per inserti.
Posso utilizzare il sistema per misurare permeabilità di nanoparticelle o grandi molecole?
Risposta: Sì, i sistemi a camera di Ussing possono essere utilizzati per studi di permeabilità di un'ampia gamma di composti, inclusi:
- Small molecules (farmaci, tossine)
- Peptidi e proteine
- Nanoparticelle (< 200 nm funziona bene)
- Liposomi e micelle
Metodo:
- Aggiungere composto marcato (fluorescente, radioattivo) al lato donatore
- Campionare lato ricevente a intervalli temporali
- Quantificare con metodo analitico appropriato
- Calcolare coefficiente di permeabilità apparente (Papp)
Il software PI può calcolare automaticamente Papp se si inseriscono concentrazioni e volumi. Per nanoparticelle, raccomandiamo il sistema EM-CSYS-8 con kit di campionamento automatico per minimizzare variabilità operatore.
Limitazione: Particelle > 500 nm potrebbero sedimentare e dare risultati non affidabili. In questi casi considerare sistemi dinamici (flow-through).
Quali sono i costi operativi ricorrenti?
Risposta: I costi operativi per sistemi a camera di Ussing dipendono dalla frequenza d'uso e dall'applicazione specifica. I principali costi ricorrenti includono:
Consumabili principali:
- Elettrodi Ag/AgCl (sostituzione periodica)
- Agar per ponti elettrodi
- Reagenti farmacologici specifici per la ricerca
- Buffer/soluzioni saline
- Inserti cellulari se si utilizzano colture (Snapwell, Transwell, etc.)
- Componenti di ricambio (O-rings, tubing)
I costi esatti variano significativamente in base al volume e tipo di esperimenti. Per una stima personalizzata, consulta le specifiche della tua ricerca.
Offrite training per nuovi utenti?
Risposta: Per informazioni su training e supporto disponibile, contatta Physiologic Instruments tramite il loro sito web.
Il sito web include risorse e informazioni sui prodotti che possono assistere nell'utilizzo dei sistemi.
Contatta Physiologic Instruments per informazioni specifiche: physiologicinstruments.com/pages/contact
Il sistema può essere utilizzato in camera fredda (4°C) o incubatore (5% CO₂)?
Risposta: Dipende dalla configurazione:
Camera fredda (4°C): Sì, con cautele. Gli amplificatori elettronici devono rimanere a temperatura ambiente, quindi solo le camere possono andare in freddo. Utilizzare cavi di estensione per elettrodi. Attenzione: a 4°C molti processi cellulari rallentano drasticamente, quindi SCC può essere molto bassa.
Incubatore CO₂: Non raccomandato per sistema completo. Gli amplificatori non sono progettati per 37°C/95% umidità ambiente e l'elettronica può danneggiarsi. Invece:
- Utilizzare gassificazione esterna con 95% O₂/5% CO₂ che bubbles nei bagni camera
- Riscaldamento con blocchi a circolazione d'acqua mantiene 37°C senza bisogno di incubatore
- Questo è il setup standard e funziona perfettamente per mantenere pH con buffer bicarbonato
Setup PI standard: Camere su banco con gassificazione attiva + riscaldamento a circolazione = controllo ambientale ottimale senza necessità di incubatore.
Conclusione: Porta la Tua Ricerca al Livello Successivo
Il sistema a camera di Ussing rimane lo strumento più preciso e affidabile per studiare il trasporto ionico e la funzione di barriera epiteliale. Con i sistemi di nuova generazione di Physiologic Instruments, ottieni:
✓ Dati di Qualità Superiore
- Risoluzione sub-microampere
- Stabilità a lungo termine
- TEER e SCC simultanei
✓ Efficienza Migliorata
- Setup 70% più veloce (EasyMount)
- 8-32 campioni in parallelo
- Protocolli automatizzati
✓ Supporto Completo
- Training incluso
- Supporto tecnico lifetime
- Protocolli validati
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